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Pesquisa
de bacilo álcool - ácido resistente - BAAR
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1- FUNDAMENTO
O diagnóstico das Micobactérias patogênicas (Mycobacterium
tuberculosis e Mycobacterium leprae), por bacterioscopia
direta é feito através dos métod os de coloração de Ziehl-Neelsen
e de Kinyoun, os quais utilizam a característica destas
bactérias de possuírem paredes celulares com alto teor
de lipídeos (cerca de 60 % , principalmente de Ácido
micólico), que quando tratadas pelo corante Fucsina fenicada,
coram-se de vermelho e persistem ao descoramento subseqüente
por uma solução de Álcool-ácido forte (diferenciador).
É por isto que são conhecidas por Bacilos Álcool-Ácido
Resistentes (BAAR). As outras bactérias, que não possuem
tais paredes celulares ricas em lipídeos, têm a sua coloração
pela Fucsina descorada pela solução de Álcool-ácido e
coram-se em azul pela coloração de fundo do Azul de metileno
(contra-corante). |
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2 - METODOLOGIAS DE COLORAÇÃO
MÉTODO DE COLORAÇÃO À QUENTE – MÉTODO DE ZIEHL-NEELSEN
1. Preparar um esfregaço homogêneo, delgado e identificado
em uma lâmina nova desengordurada, limpa e seca;
2. Deixar secar à temperatura ambiente;
3. Fixar o material do esfregaço passando 3 a 4 vezes
pela chama do bico de Bunsen;
4. Cobrir a totalidade da superfície do esfregaço com
solução de Fucsina fenicada, previamente filtrada ou
filtrado sobre a lâmina no momento da coloração;
5. Deixar agir por cerca de 5 minutos, aquecendo brandamente
utilizando algodão umedecido em álcool ou com a chama
do bico de Bunsen, passando lentamente por baixo da
lâmina, até que se produza emissão de vapores e, quando
estes são visíveis, cessar o aquecimento. Repetir essa
operação até completar três emissões sucessivas. Evitar
a fervura e secagem do corante (adicionar mais corante,
se preciso, dentro deste período para evitar que a lâmina
seque porque o esfregaço precisa estar coberto permanentemente
durante o aquecimento.). Este aquecimento deve ser
intermitente, pois é importante manter a solução aquecida
durante o tempo previsto;
6. Lavar em água corrente para eliminar a Fucsina. Toma-se
a lâmina pelo extremo numerado, inclinar para frente
e lavar deixando cair um jato d’água de baixa pressão
sobre a película corada, de maneira que essa não se
desprenda;
7. Cobrir toda a superfície do esfregaço com a solução
de Álcool-ácido. Tomar a lâmina entre o polegar e o
indicador e fazer um movimento de vai-e-vem, de modo
que o Álcool-ácido vá descorando suavemente a Fucsina.
Se o esfregaço estiver ainda com a cor vermelha ou rosada,
descora-se novamente. Considera-se descorado o esfregaço,
quando suas partes mais grossas conservarem somente
um ligeiro tom rosado. Essa operação dura, em geral,
dois minutos;
8. Terminada a fase de descoloração e eliminado o Álcool-ácido,
lavar a lâmina da mesma forma como se procedeu depois
da coloração com a Fucsina, com cuidado para não desprender
a película;
9. Cobrir toda a superfície do esfregaço com solução
de Azul de metileno durante 30 segundos a 1 minuto;
10. Lavar, da mesma forma como se indicou para a Fucsina,
tanto o esfregaço como a parte inferior da lâmina;
11. Colocar a lâmina com o esfregaço para cima, sobre
o papel limpo, para secar à temperatura ambiente ou
estufa a 35º C;
12. Observar ao microscópio com objetiva de imersão
(100 x).
MÉTODO DE COLORAÇÃO À FRIO – MÉTODO DE KINYOUN
1. Preparar um esfregaço homogêneo, delgado e identificado
em uma lâmina nova desengordurada, limpa e seca;
2. Deixar secar à temperatura ambiente;
3. Fixar o material do esfregaço passando 3 a 4 vezes
pela chama do bico de Bunsen;
4. Cobrir a totalidade da superfície do esfregaço com
solução de Fucsina fenicada ( Kinyoun ), previamente
filtrada ou filtrado sobre as lâminas no momento da
coloração, deixando agir por cerca de 5 minutos, adicionando
mais corante se preciso dentro deste período, evitando
que a lâmina seque;
5. Lavar em água corrente para eliminar a Fucsina. Toma-se
a lâmina pelo extremo numerado, inclinar para frente
e lavar deixando cair um jato d’água de baixa pressão
sobre a película corada, de maneira que essa não se
desprenda;
6. Cobrir toda a superfície do esfregaço com a solução
de Álcool-ácido. Tomar a lâmina entre o polegar e o
indicador e fazer um movimento de vai-e-vem, de modo
que o Álcool-ácido vá descorando suavemente a Fucsina.
Se o esfregaço estiver ainda com a cor vermelha ou rosada,
descora-se novamente. Considera-se descorado o esfregaço,
quando suas partes mais grossas conservarem somente
um ligeiro tom rosado. Essa operação dura, em geral,
dois minutos;
7. Terminada a fase de descoloração e eliminado o Álcool-ácido,
lavar a lâmina da mesma forma como se procedeu depois
da coloração com a Fucsina, com cuidado para não desprender
a película;
8. Cobrir toda a superfície do esfregaço com solução
de Azul de metileno durante 30 segundos a 1 minuto;
9. Lavar, da mesma forma como se indicou para a Fucsina,
tanto o esfregaço como a parte inferior da lâmina;
10. Colocar a lâmina com o esfregaço para cima, sobre
o papel limpo, para secar à temperatura ambiente ou
estufa a 35º C;
11. Observar ao microscópio com objetiva de imersão
(100 x).
Observação:
1. Na coloração do Mycobacterium leprae , segue-se o
mesmo procedimento mas a descoloração deve ser feita
com Ácido sulfúrico a 4% em água, pois esse microrganismo
é sensível a descoloração alcoólica.
2. Ao realizar uma coloração de esfregaço, em qualquer
método, alguns procedimentos devem ser observados a
fim de evitar cometer erros por utilizar:
a. substâncias corantes não certificadas;
b. substâncias corantes precipitadas;
c. corantes com concentração inadequada;
d. esfregaços demasiados espessos, concentrados ou delgados;
e. metodologia incorreta.
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3- TABELA DE INTERPRETAÇÃO
DO RESULTADO DA BACTERIOSCOPIA PARA BAAR:
A leitura deve ser feita no mínimo em cem campos microscópios,
o que corresponde, aproximadamente, a leitura de uma linha
reta que vai do extremo, onde está a numeração, até o
extremo oposto, isso corresponde aproximadamente a mais
ou menos 5 minutos de observação. Recomenda-se: um intervalo
de 10 minutos de descanso para cada dez lâminas lidas
e utilizar um desenho quadriculado para ir anotando o
número de bacilos encontrados em cada campo microscópio
e o resultado deve ser informado em número de cruzes segundo
as normas do Ministério da Saúde em vigor.
Manual de Bacteriologia da Tuberculose – Ministério da
Saúde / FNS / CENEPI / CNPS / Centro de Referência Prof.
Hélio Fraga – 2ª Edição Revisada e Ampliada – 1994.
Número Total de
Campos Observados |
Número de bacilo
álcool-ácido resistente
observados por campo |
Resultado |
| 100 |
Não foram encontrados |
Negativo |
| 100 |
Menos de 1 BAAR por
campo |
Positivo (+) |
| 50 |
De 1 a 10 BAAR por
campo |
Positivo (++) |
| 20 |
Mais de 10 BAAR por
campo |
Positivo (+++) |
Observação:
Nos casos de diagnóstico, ao encontrar de 1 a 4 bacilos
em 100 campos observados, deve-se ampliar a leitura para
mais 100 campos. Se a quantidade de bacilos encontrados
depois de observar os 200 campos se mantiver entre 1 a
4 bacilos, informar o resultado como “ NEGATIVO “ e solicitar
nova amostra. Se nos materiais subseqüentes deste paciente
persistir a negatividade, proceder a cultura. |
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4- PREPARAÇÃO
DOS CORANTES
4.1- Corantes de Ziehl – Neelsen
4.1.a. Fucsina fenicada de Ziehl-Neelsen:
| Fucsina básica |
0.3g |
| Álcool etílico 95º % |
10ml |
| Fenol fundido |
5,75ml |
| Água destilada ou deionizada q.s. |
100ml |
Na preparação dos corantes de Fucsina fenicada (Ziehl
– Neelsen e Kinyoun), dissolver em um gral o corante
(Fucsina) no Álcool etílico 95º, juntar aos poucos o
Fenol fundido. Misturar sempre de modo a obter uma solução
bem homogênea. Juntar a água, pouco a pouco, lavando
o gral. Filtrar após 24 horas de repouso. Estocar em
frasco escuro.
Segundo Langeron, a prática seguida por outros autores
de misturar a solução alcoólica saturada do corante
com água fenolada não dá soluções tão estáveis e dotadas
de poder corante tão intenso como esta técnica descrita
acima.
Observação:
Para manter o fenol fundido, adicionar-lhe 15% de água
destilada. Desta solução (de água em fenol) , na fórmula
acima, tomar 5,75 ml.
4.1.b. Álcool-Ácido:
| Ácido clorídrico, densidade 1.19 |
3ml |
| Álcool etílico 95º % |
97ml |
Com uma pipeta deixar escorrer o Ácido clorídrico pelas
paredes do frasco contendo o Álcool e agitar suavemente.
Observação:
Alguns autores recomendam Álcool-Ácido à 1%.
4.1.c. Azul de metileno:
| Azul de metileno |
0.3g |
| Álcool etílico 95º % |
3ml |
| Água destilada ou deionizada q.s. |
100ml |
Dissolver o Azul de metileno com Álcool por agitação e
juntar Água destilada ou deionizada até completar 100
ml. Deixar repousar por 24 horas. Filtrar e estocar em
frasco escuro.
4.2 - Corantes do método de Kinyoun:
4.2.a. Fucsina fenicada de Kinyoun:
| Fucsina básica |
4g |
| Álcool etílico 95º % |
20ml |
| Fenol fundido |
9,75ml |
| Água destilada ou deionizada q.s. |
100ml |
Na preparação dos corantes de Fucsina fenicada (Ziehl
– Neelsen e Kinyoun), dissolver em um gral o corante (Fucsina)
no Álcool etílico 95º, juntar aos poucos o Fenol fundido.
Misturar sempre de modo a obter uma solução bem homogênea.
Juntar a água, pouco a pouco, lavando o gral. Filtrar
após 24 horas de repouso. Estocar em frasco escuro.
Segundo Langeron, a prática seguida por outros autores
de misturar a solução alcoólica saturada do corante com
água fenolada não dá soluções tão estáveis e dotadas de
poder corante tão intenso como esta técnica descrita acima.
Observação:
Para manter o fenol fundido, adicionar-lhe 15% de água
destilada. Desta solução (de água em fenol) , na fórmula
acima, tomar 9,75 ml.
4.2.b. Álcool-Ácido:
| Ácido clorídrico, densidade 1.19 |
3ml |
| Álcool etílico 95º % |
97ml |
Com uma pipeta deixar escorrer o Ácido clorídrico pelas
paredes do frasco contendo o Álcool e agitar suavemente.
4.2.c. Azul de metileno:
| Azul de metileno |
0.3g |
| Álcool etílico 95º % |
3ml |
| Água destilada ou deionizada q.s. |
100ml |
Dissolver o Azul de metileno com Álcool por agitação e
juntar Água destilada ou deionizada quente até completar
100 ml. Deixar repousar por 24 horas. Filtrar e estocar
em frasco escuro.
Observação:
Para a coloração de fundo, outras soluções de Azul de
metileno podem ser usadas, tais como a de Azul de metileno
segundo Löeffler (Azul alcalino de Löeffler) e Azul de
metileno segundo Kühne (Azul fenicado de Kühne).
4.3 - Azul de metileno segundo Löeffler (Azul alcalino
de Löeffler):
Solução A:
| Azul de metileno |
0.3g |
| Álcool etílico 95º % |
30ml |
Dissolver o Azul de metileno com Álcool por agitação.
Solução B:
| Hidróxido de sódio 0,01 N |
0,3ml |
| Água destilada ou deionizada q.s. |
100ml |
Dissolver o Hidróxido de sódio com Água destilada ou deionizada.
Solução C - para uso:
Misturar soluções A e B em partes iguais.
Observação:
Para o método de Ziehl-Neelsen, diluir na proporção de
1/10 com água destilada ou deionizada antes de usar.
4.4 - Azul de metileno segundo Kühne (Azul fenicado
de Kühne):
| Azul de metileno |
1.5g |
| Álcool etílico 95º % |
10ml |
| Fenol fundido |
5,75ml |
| Água destilada ou deionizada q.s. |
100ml |
Dissolver o Azul de metileno com Álcool por agitação e
juntar o Fenol e Água destilada ou deionizada quente até
completar o volume de 100 ml. Deixar repousar por 24 horas.
Filtrar e estocar em frasco escuro.
Observação 1:
Para manter o fenol fundido, adicionar-lhe 15% de água
destilada. De tal solução (de água em fenol) , na fórmula
acima, tomar-se-ão 5,75 ml ao invés de 5 ml.
Observação 2:
Para o método de Ziehl-Neelsen, diluir na proporção de
1/10 com água destilada ou deionizada antes de usar. |
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5- CONTROLE DE QUALIDADE
DOS CORANTES:
Todos os corantes, preparados ou comprados prontos, utilizados
no Laboratório Clínico, devem ser submetidos a um controle
da qualidade, para a verificação do seu desempenho.
Preparar uma suspensão de Mycobacterium tuberculosis
ATCC 25177 cultivando em tubo com meio de cultura 7H9.
Fazer um esfregaço em uma lâmina com a suspensão e deixe
secar ao ar. Deve-se preparar várias lâminas em câmaras
de fluxo laminar e deixar estocadas em temperatura ambiente
numa caixa fechada. Fixar e corar da mesma maneira que
uma lâmina com amostra desconhecida. Examinar ao microscópio
com objetiva de imersão ( 100x ). A micobactéria irá corar-se
de vermelho, as demais bactérias e artefatos em azul.
As lâminas estocadas e não coradas servirão como controle
do desempenho para cada nova bateria de corantes e a cada
semana de intervalo.
Na falta de bactérias padronizadas, podem ser utilizadas
as dos esfregaços enviados pelo Programa
Nacional de Controle de Qualidade – PNCQ, ou
solicitar nos Postos de Saúde dos Estado ou Municípios,
os frascos utilizados para estocagem das Vacinas BCG,
e, com as gotas restantes fazer o esfregaço para testar
a qualidade do corante. |
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6- CAUSAS DE ERROS NO
EXAME MICROSCÓPICO DIRETO DE ESCARRO:
· Amostra insuficiente em quantidade e qualidade;
· Identificação inadequada no pote/frasco. Não deve
colocar a identificação na tampa, e sim no corpo do pote/frasco;
· Área de trabalho inadequada ou mal iluminada;
· Troca das lâminas por falta de procedimento no
trabalho;
· Processamento de uma série muito grande de amostras
simultaneamente;
· Esquecer de misturar os escarros se as eliminações
são poucas e se estão separadas dentro do pote/frasco;
· Esfregaços muito espessos ou muito delgados;
· Uso de lâminas arranhadas ou que tenham sido utilizadas
anteriormente – podem simular bacilos pela deposição de
corantes nas ranhuras;
· Fucsina seca e cristalizada no fundo do frasco.
Deve-se usar Fucsina recentemente filtrada e colocada
em frasco bem lavado;
· Descuido no aquecimento da Fucsina (método de Ziehl-Neelsen),
permitindo que seque e cristalize no esfregaço;
· O descoramento insuficiente das lâminas pode deixar
corados em vermelho outros bacilos, que assim confundem
com o BAAR;
· Tempo de descoramento muito prolongado pode levar
ao descoramento do BAAR;
· Não revisar a numeração das lâminas ou não identificar
se apagar o número durante a coloração;
· Não limpar a lente de imersão depois de cada exame
positivo;
· Existência de bacilos no óleo de imersão devido
ao mau costume de tocar o esfregaço com o conta-gotas
do frasco;
· Anotação errada do resultado na folha de trabalho
diário;
· Transcrição errada da planilha de trabalho diário
para o impresso a ser fornecido ao setor de laudo. |
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